实验是根据加州大学圣地亚哥分校和加利福尼亚大学旧金山的机构动物护理和使用委员会法规进行的。这项研究中使用的所有小鼠均为野生型C57BL/6J男性或杰克逊实验室（JAX 000664）的女性，其产后年龄为3至6个月。没有使用统计方法来预先确定样本量。实验者对实验条件没有视而不见。

　　记录之前，动物熟悉至少2周。在此期间，它们还熟悉了在录制过程中使用的视觉刺激。动物在定制的被动跑步机上被固定，无论是圆形还是线性，并可以自由运行。

　　视频记录术用于跟踪右眼在自由移动和头部固定的小鼠中的运动，与进行记录的半球相反。

　　在自由移动的小鼠中，使用右眼使用微型摄像头（Arducam Noir间谍摄像头）跟踪右眼，该摄像头安装在颅骨上的定制设计的架上。用固定在支架上的红外LED照亮了眼睛。该视频是使用Rpicamera-Plugin51通过Raspberry Pi 3b+以90 Hz获取的。

　　对于头部固定实验，将高速摄像头（IMPERX，IPX-VGA-210-L）配备了45毫米的延伸管，50毫米镜头（Fujifilm，Fujinon HF50HA-1B）和红外线通滤波器（Edmund Optics，65-796）。图像是通过框架抓手（国家仪器，PCIE-1427）以200 Hz获取的。将红外热镜（Edmund Optics，43-958）平行于动物和LCD监视器之间的动物的前后轴（离眼睛1英寸），并通过其反射捕获了眼睛的图像。相机与前后轴相对于59°的角度。三个红外880 nm LED发射器（Digi-Key，PDI-E803）用于照亮眼睛。

　　在头部固定动物中，将三个红外LED之一（见上文）与摄像机的光轴对齐，并作为计算学生位置的参考。通过阈值和安装椭圆形，可以识别学生。根据SIN（α）= D/RP，我们计算了眼睛的角度位置，其中D是椭圆形和参考LED和RP的角膜反射（CR）之间的相机图像上的投影距离，是半径的长度，是将眼睛中心与平面上的旋转中心连接到平面上的旋转中心。请注意，RP比眼球的半径短。在实验之前估算了RP：相机与参考LED一起被校准角γ沿着眼睛旋转中心的圆周呈±10°±10°（更准确地说，是在远镜的镜像旋转中心上），当呼吸器的旋转镜中心通过了型镜像，通过红外镜像相对摄像机的CR，以相对的相对位置的cr cr，并以相对的镜头形象相对。我们使用不同γ获得的不同值D来估计RP。问题使问题复杂化的是，RP不是固定的，而是随着学生的大小而变化（即，从眼睛的旋转中心到平面的距离随着瞳孔的收缩而增加的平面）。因此，我们在各种亮度条件下计算了RP，以改变瞳孔直径（DP，拟合椭圆的长轴），并获得了以下线性关系：rp = r - a×dp，其中r是眼球的半径；A通常在0.05至0.25之间。在自由移动和头部固定动物的眼睛跟踪期间，这种关系用于根据学生直径来确定每个视频框架的RP。在某些老鼠中， 使用从同窝窝或其他类似大小的小鼠获得的关系估算RP。头部固定期间的眼动追踪方法的详细信息已发表了53,54。

　　在自由移动的小鼠中，要描绘学生，使用Deeplabcut55在事后跟踪沿着学生边缘的8点，并配有椭圆形。瞳孔的中心被定义为椭圆的中心，并且通过使用多个瞳孔位置的椭圆方向来估算摄像机C（相当于头部固定小鼠的Cr；见上文）的中心（相当于CR；见上文），其中D是D是C和学生中心之间的d是d的距离。根据SIN（α）= d/rp，对眼睛的角度位置计算为在头固定动物中。从头部固定下获得的方程RP = R - A×DP估算RP。

　　将小鼠用定制的T形头杆（头固定实验）或排列在三角形的三个螺纹螺丝插件（头部固定和自由移动的实验； McMaster-Carr，92395A109）。Implantation was done stereotactically using an inclinometer (Level Developments, DAS-30-R) connected to a USB I/O device (National Instruments, USB-6008), such that the axes of the electrode manipulators for acute, head-fixed recordings would be aligned to the antero-posterior, medio-lateral and dorso-ventral axes of the skull.用1–1.5％的异氟烷​​麻醉小鼠，并将其保持在反馈调节的加热垫上，以将体温保持在37°C（FHC，40-90-8D）。手术前，皮下给予小鼠丁丙诺啡。切开前，将利多卡因乳霜应用于皮肤。一旦去除头皮和筋膜，使用牙齿水泥（Lang Dental，oftry-jet for Head bars; 3M ESPE，Relyx Unicem2用于螺钉插入物）将头杆或螺钉插入物固定在固定下。手术后至少1周，允许动物在其家笼中恢复至少1周。

　　对于为自由移动实验准备的小鼠，在使用牙科水泥进行记录会话之前，将安装在定制设计的帽子上的细胞外电极（诊断生物芯片，p64-4）植入了慢性记录的慢性记录。此过程是在螺钉插入材料初始植入后数周进行的。将小鼠用1–1.5％的异氟烷​​麻醉，并保存在反馈调节的加热垫上。用微型操纵器将持有人持有的电极降低至PIA表面以下1,100 mm，并且在缩回持有人之前，将帽子固定在适当的位置。V1上方的颅窗为约200毫米x 200 mm，插入电极后用硅胶覆盖，以防止V1干燥。插入小脑中的接地线（A-M系统）。使用先前植入的螺纹螺纹将定制设计的摄像头安装固定在头部上（请参见上文）。

　　在头部固定实验中，在记录会话之前进行了1或2 d的颅窗。对于所有记录，尺寸为〜500 µm至1毫米x约500 µm至1毫米。此时，还要修剪会干扰眼动追踪的晶须。开裂后，将窗户用生物相容性的硅胶密封剂密封，直到录制会议（世界精密仪器，kwik-cast）。颅窗以以下坐标为中心，这些坐标在头条杆或螺丝插入期间标记：

　　V1录制：中线横向2.7毫米，Bregma后4.1毫米

　　PULVINAR记录：1.2毫米横向中线，1.9毫米，前核

　　DLGN记录：中线横向2.4毫米，Bregma后2.2毫米

　　为了鉴定通过光遗传学抗素激活将投影发送给V1的Pulvinar神经元，将AAV2/1.HSYN.CHR2（H134R）-EYFP.WPRE.HGH（Addgene，26973p）注入左半球或固定的bar bar bar bar bar bar bar bar bar of sercer的头部。

　　视觉刺激呈现在右眼以240 Hz（Gigabyte，Aorus KD25F）运行的LCD监视器上，与执行记录的半球相反。监测器在31°逆时针上与动物的前后轴相对，并相对于引力轴倾斜20°。它的定位使得监视器平面和眼中心周围的球体之间的切线位于监视器的中心。从眼中到切线的距离为133毫米，监视器水平覆盖了128°，垂直覆盖了97°。在图2G（全场闪光灯）中描述的实验中，使用了以75 Hz运行的LCD监视器。

　　在图1和图2中描述的实验中使用的静态垂直光栅。2和5是具有70％对比度的全场正弦光栅，每度0.08个周期的空间频率（CPD）和40-60 cd M – 2的平均亮度（校正伽玛校正；每只动物的固定亮度）。它在动物右眼的中心周围变形，以在视网膜上不同空间位置保持相同的空间频率。对于伪弹跳，在七个帧（六个框架间间隔，25 ms）中，平均每1.5秒平均每1.5 s迅速将完全相同的光栅迅速移动。在七个帧上的速度速度是线性的。通过从野生型无操纵小鼠分开收集的真实扫视的分布中随机绘制每个移位的方向和振幅。对于鼻腔伪扫视，光栅沿时间方向移动，对于颞pseudo-saccade，光栅在鼻腔方向上移动。事后，检查了每个伪扫视的显示错误，例如掉落的框架。还从进一步的分析中丢弃了所有发生在实际扫视500毫秒内的伪弹药，这在10分钟内为每只动物带来了约350个伪扫描。然后，我们重新采样了伪扫视，以匹配从同一动物中收集的真实扫视的方向和振幅。为了提高统计功率，我们为每个扫视重新采样了两个匹配的伪扫视事件。平均值±S.D.在图3E中的实验中，真正的扫视及其匹配的pseudo-saccade之间的幅度差异为0.18°±0.47°（446个Pseudo-Saccades，4只小鼠），0.18°±0.45°（942个pseudo-Saccacte）中的实验为0.18°±0.47°。

　　对于每种动物，在实验开始时都收集了对伪扫视的反应。伪扫视会议后，收集了使用静态光栅对实际扫视的响应。分别收集了这两个响应，以最大程度地收集我们获得扫视的机会，这些扫视的响应不会被伪扫视响应污染。

　　为了验证视觉反应的缺乏，在DLGN中眼内TTX注射或肌霉菌注射后，我们使用了以下视觉刺激：对于眼内TTX注射，我们使用了从0 CD M – 2 M – 2 M – 2 M – 2 M-2至100 cd M – 2持续26毫秒的全场亮度变化。对于在DLGN中注射的肌二酚，我们使用了全场垂直光栅（0.02 CPD；对比度为0.5），每10 s呈现32 ms，然后先于32 ms，然后是相同平均平均亮度的灰色屏幕，为40 cd M – 2。

　　所有视觉刺激协议均使用Labview（国家仪器）和MATLAB（MATHWORKS）使用心理物理学工具箱3（参考文献56,57）进行自定义。

　　这项研究中的所有记录均在左半球进行。在记录的那天，动物首先被固定，并轻轻去除Kwik-Cast密封剂。人造脑脊液（140 mM NaCl，2.5 mM KCl，2.5 mM CaCl2，1.3 mM MGSO4，1.0 mM NAH2PO4，20 mM HEPES和11 mM葡萄糖，调整为pH 7.4）迅速施加到颅骨术中，以防止脑动脉粥样硬化，以防止暴露的大脑侵蚀。在整个研究过程中使用了不同的硅探针配置：A2X32-5MM-25-200-177-A64（NEURONEXUS），A1x64-POLY2-6MM-23S-23S-160-A64（NEURONEXUS）（Neuronexus）神经技术）。使用操纵器（Luigs＆Neumann），将探针慢慢降低到记录位置。对于V1，将探针降低至PIA以下1,000μm，DLGN的PIA以下3,000μm，Pulvinar的PIA以下2,900μm。对于丘脑中的录音，在插入录音轨道的可视化之前，用亲脂性DII绘制了探针。事后成功验证了成功的靶向。

　　为了使脉冲神经元的轴突末端的光遗传激活，将玻璃纤维电缆（960-μm芯，Na = 0.63; Doric镜头）连接到与465-NM LED光源（DorciC1-b_fc）上的465-NM LED光源（LEDC1-B_FC）上的，将其放置在V1上的颅骨上方〜500μm。光源由LED驾驶员（Thorlabs，Ledd1b）以1,000 MA的速度驱动每6 s，持续10分钟（100次试验）。

　　插入探针后15分钟开始记录。使用64个通道头段（Intan Technologies，C3315）与适配器（Neuronexus，Adpt.A64-OMNETICS32_2X-SM）一起在30 KS S – 1采样信号，连接到RHD USB接口板（Intan Technologies，C3100）。接口板还用于从视觉刺激监视器上以及用于触发眼动摄像机和LED的TTL脉冲上的光电二极管（TSL253R）中获取信号。在分析期间使用这些信号来同步视觉刺激时间，视频采集时间和通过电生理记录的LED光刺激时间。所有原始数据均存储以进行离线分析。有时，我们在连续两天从同一动物记录了，只要在第一天没有进行药理操作。在这些情况下，第一次录制会议后，颅骨切开术与Kwik-Cast重新密封。为了进行事后组织学分析，将大脑固定在4％的PBS中的4％多聚甲醛（PFA）中，在4°C下过夜。

　　在记录当天之前，每天在环境光（长度×宽度×高度= 13.25英寸×9英寸×9.5英寸）的环境光下，在丙烯酸露天记录室中习惯于1小时。在录制的那天，将连接到Raspberry Pi的微型摄像头安装在相机安装座上，并将植入电极连接到RHD USB接口板（Intan Technologies，C3100）。也通过接口板获得了来自Raspberry Pi的TTL脉冲，用于将视频框架与电生理信号同步。每个录音会议长90分钟。

　　在异氟烷麻醉下记录之前，对眼内注射TTX（40μM）。典型的过程持续不到5分钟。将卡巴乔尔（0.011％（wt/vol）与TTX共同注射，以防止学生完全扩张，因为完全扩张的瞳孔可降低眼球跟踪的准确性。在注射前，将一滴盐酸丙酸丙酸丙烷酸酯眼科溶液作为局部麻醉（Bausch + Lomb; 0.5％）应用于眼睛。使用安装在手动操纵器上的微型注射器（Nanoject II，Drummond）上，使用贝板玻璃微孔（尖端直径，〜50μm）对TTX溶液注入玻璃玻璃微孔（尖端直径，〜50μm）。每只眼睛以46 nL S – 1的速度注入一微升。在某些动物中，注射溶液还含有NBQX（2,3-二甲体-6-硝基-7-磺胺酰基 - 苯甲酰氨基[F] Quinoxaline;100μM）和APV（（（2R）-Amino-5-磷酸磷酸酸;100μm）。这些动物在家居笼子里恢复2小时后被固定用于记录。对于每项实验，通过视觉皮层缺乏对LCD监视器的全场闪光的反应，可以证实视网膜活性的抑制。

　　使用贝板的玻璃移液管（尖端直径，〜20–40μm）在UMP3微型注射器上使用微型注射器（World 40 forld Precision Instermutions），以300 nl min – 1的速度以300 nl min – 1的速度注射30 nl的5.5 mm肌霉菌 - 博迪治疗DLGN和PULVINAR的沉默。注射器安装在微型手持量（Luigs＆Neumann）上进行立体定向注射。在两个Pulvinar沉默实验中，使用TTX。TTX的浓度为60μm，以40μlmin– 1的速度注入40μL。记录后，将大脑固定在PBS中的4％PFA中，在4°C下过夜，用于第二天的组织学分析。

　　在PBS中用4％的PFA灌注麻醉的小鼠（pH 7.4）。去除大脑，然后在4°C的PBS中进一步在4％PFA中固定过夜，然后用PBS代替溶液。将它们保持在4°C，直到将其冠状（100-μm切片）与振动型组合在一起。将切片安装在包含DAPI（Vector Laboratories，H1500）的Vectashield安装介质中，并用摄像头（Olympus，DP72）成像，该介质（Olympus，dp72）连接到MVX10立体镜（Olympus）上。

　　对于头部固定的小鼠，使用MATLAB中的自定义写入算法从眼睛跟踪数据中检测到扫视事后。该算法搜索了任何事件，其中一个视频框架（5 ms）在水平轴沿着水平轴变化的任何事件。我们丢弃了所有事件，即至少连续三个连续的帧（15毫秒），眼睛位置没有在相同方向上移动，并且眼运动的峰值幅度低于3°。此外，为了消除扫视对V1响应的影响，我们仅分析了分离出的扫视，即，在此期间至少为500毫秒之前，眼睛没有移动。

　　在自由移动的动物中，一种自定义的算法搜索了事件，在一个视频框架（11毫秒）中，眼睛位置在任何方向上的变化超过5.5°。这相当于每秒500°，超过了小鼠中大多数头部运动的速度，从而确保了检测到的眼睛运动不是图像稳定的运动（即，vestibulo-Ocular-Obular反射）。扫视的开头定义为每秒眼动速度超过200°的第一个框架。扫视必须至少两个帧长（22 ms），并且在扫视事件中，连续帧之间的眼睛运动的向量必须彼此45°。

　　使用Kilosort59分离出来自细胞外记录的单个单元，并使用PHY进行可视化，以进行进一步的手动合并和分裂。使用耐火度违规和振幅稳定性评估了孤立单元的质量。每个单元的深度是根据其振幅最大的电极位点分配的。对于V1录制，将水槽到峰值次的单元超过0.5 ms被归类为常规尖刺神经元。较短的水槽到峰时代的单元被归类为快速刺激的神经元。多单位定义为使用PHY排除噪声后仍保留的所有单元的集合。在主要文本中，我们将孤立的单个单元称为神经元。

　　我们使用自发的FR在实验中注册记录深度。我们在通道上方〜125μm处的第4层和第5层之间的边界与最大自发FR。在该边界以下200μm之内的通道被分配给第5层，并将边界上方150μm以内的通道分配给第4层。

　　仅分析在每个方向上至少有15个扫视的动物。在这项研究中，我们专注于V1神经元与扫视相关的活性。尽管如此，我们在录音中发现了单个单元，其活性与固定眼位置（推定的“眼睛位置单位”）相关，无论是在控制和TTX盲动物中。因为扫视的方向与眼睛沿水平平面的位置之间存在相关性（也就是说，在扫视之前的眼睛位置越暂时，即将到来的扫视的可能性就越大），这些单位的可能性就越大，这些单位有能力歧视未来的囊泡方向，它们是否无需响应Sacc。尽管这些单位代表了少数人口，但他们会在当前的研究中引入混杂因素，因为它们不是歧视扫视方向，而是为眼睛的位置编码。因此，对于对头部固定小鼠的单个单位的分析，我们排除了假定的眼睛位置单位，即，在即将到来的扫视（鼻腔和时间）的两个方向之间，其基线活性（在扫视开始前500 ms）的单位显着差异。这些通常占每个记录中所有单元的1-5％。在自由移动的实验中，考虑了所有单元。

　　自由移动的动物中的扫视分为八个均匀的方向。为了确定一个单位是否对扫视响应，我们进行了以下操作：我们使用八个方向中每个单元的响应和基线活动（总共16个类别）进行了Kruskal – Wallis测试。响应定义为扫视发作100毫秒内的尖峰数量，而基线活动的定义为相对于扫视发作的100毫米窗口中的尖峰数量。如果该单元通过此测试（临界值为0.05），我们将使用Tukey诚实的显着差异程序在16个类别之间进行多次比较。如果对相应方向的平均基线活动的平均响应高于或低于平均基线活性，并且满足以下两个标准中的至少一个：（1）至少一个方向的基线和响应之间存在显着差异，以及（2）八个方向中的任何两个响应之间存在显着差异。

　　在头部固定实验中，如果符合以下两个标准中的两个标准，则将单位视为对扫视的反应：（1）如果在扫视开始的100 ms内引起的峰值数量与鼻腔或时间方向的基线有显着差异（将基线的基线数（计算为100毫米范围内的spike in 100毫秒），以−300 ms的范围内的spike spike spike in-300毫秒，则是-300 ms s的spike in-300毫秒。如果鼻腔和时间方向之间在扫视发作100毫秒内引起的尖峰数量显着差异。统计显着性是通过秩和测试确定的。为了考虑多个比较，我们使用Q值将虚假发现率控制为10％。

　　主文本中的所有报告的响应都是扫视发作后100 ms窗口内的平均FR，除非另有说明。

　　每个单个单元的NT可区分性计算为接收器操作特征曲线（AROC）下的面积，线性重新缩放至-1至1（GINI系数），即2×AROC - 1。NT可辨别性根据两个方向和时间段的基础计算。固定顺序，使负值表示对时间扫视的偏爱，正值表明对鼻扫视的偏爱。也就是说，NT可区分性的符号对应于首选方向。我们使用两个系列值计算了可区分性：（1）每个鼻扫视诱导的尖峰数，以及（2）每个时间扫视诱导的尖峰数量。诱导的尖峰数量计算为扫视或伪扫视发作的前100毫秒内的峰值总数，而无需基线减法。在自由移动的动物中，首选方向定义为在扫视发作的前100毫秒内的最大平均FR方向。将可区分性指数计算为GINI系数的绝对值，在首选方向和非偏爱方向（与首选方向相反的方向）之间。使用级别测试比较了用于计算可区分性本身的两个系列值的排名测试计算可区分性的统计显着性，并控制错误的发现率使用Q值低于10％。方向选择性索引（扩展数据图1）被定义为（RPREF - RNON-PREF）/（RPREF+RNON-PREF），其中RPREF和RNON-PREF分别是Saccade Onset的前100毫秒内的尖峰数量。

　　当产生基线归一化的平均Peths时，将基线低于0.5 Hz的神经元被排除在外，以避免由于极低的FR而导致的实质性偏见。使用其平均活性在发作前500 ms至200 ms的平均活性计算出每个神经元到扫视或伪扫视的基线。对于其他视觉刺激，使用相对于扫视发作的-200至0 ms之间的平均活性。请注意，此过程仅用于可视化目的，并且使用所有相关神经元计算了所有统计数据，例如方向可区分性，方向选择性指数和诱发FRS的差异。对于每个20毫秒箱，计算了首选和非偏爱方向的Peths之间差异的统计显着性。这是通过签名级测试计算得出的，并且通过将虚假发现率设置为低于10％的统计显着性。

　　从（1）伪示波响应，（2）灰屏上的扫视响应或（3）两个响应的总和，可以预测垂直光栅上的扫视响应（扫视发作100 ms之内的诱发峰值的数量）。所有响应都是基线提取的值。该模型是无截距的线性回归（五倍的交叉验证），其次是阈值，可确保预测的FR不会低于0 Hz。也就是说，如果诱发的尖峰数量的预测减少超过了基线FR，则对值进行调整，以使预测和基线的总和为零。解释的方差被计算为解释的正方形总和除以正方形的总和。

　　V1用465 nm蓝色的1毫秒长的脉冲（100次试验）照亮，导致诱导抗体尖峰（见上文）。通过两个标准定义了抗体激活的成功：（1）在试验中LED照明发作的5 ms之内至少观察到一个尖峰的20％以上，并且（2）小于0.5毫秒的抖动（即，在LED窗口后，第一个峰值窗口的潜伏期延迟分布的S.D.不到0.5 ms的延迟分布）。

　　我们使用二次判别分析（QDA）对每个单个单元的响应进行了扫视和伪分析的方向。每个单元的尖峰活性在20毫秒内计数，并且在每次事件发作后60 ms的活动被视为响应。在判别分析之前进行了主体组件分析（PCA），以降低维度。仅使用平均FR高于0.5 Hz的单个单元。对于扫视或伪扫视的每个事件，分类器分配了鼻或时间方向。

　　培训数据包括对选定伪分类的响应。选择了这组伪扫视，以使鼻和时间方向的幅度和事件数量匹配。这确保了分类器取决于每个单元的NT可区分性，而不是伪分离振幅或频率的差异。培训数据集首先是标准化的，并经过PCA。我们将主要成分的数量限制在培训数据集中扫视总数的20％，以避免过度拟合。然后，我们培训QDA进行分类。将最终的PCA和QDA模型应用于测试数据集，该模型包括对训练数据集中排除的实际扫视或伪扫描的响应（10倍交叉验证）。

　　对于从多个动物记录的池单元，我们与每只动物的伪分离的方向和振幅紧密匹配（请参阅“视觉刺激”）。从该数据集中，我们进一步生成了一个随机子集，其中鼻和时间伪示波的振幅与之紧密匹配。十个这样的数据集被生成用作培训数据集。对于测试数据集，从不同动物的扫视数据基于扫视的方向和幅度汇总，再次使动物之间的方向和振幅紧密匹配。

　　为了计算分类器性能作为用于分类的单个单元数量的函数，从无需替换的情况下选择了一个随机的单元（5、10、15、20、30、40、50、100、100、175或250个单位），然后在接受训练和测试之前。对于每个随机生成的训练数据集（见上文），将单位的随机选择重复50次，从而得出500个结果，这些结果平均以计算解码器性能。

　　为了对每个单元对分类器模型的贡献进行排名，我们计算了置换特征的重要性。简而言之，在10倍交叉验证期间，我们一次在伪扫描训练数据集中从一个单元中排列了数据，以打破单位活动与伪扫视方向之间的关系。然后，我们计算了置换程序导致的预测误差的增加。为了计算具有最高特征重要性的单个单元的总贡献，我们同时从相应的单元中取出了数据。

　　有关研究设计的更多信息可在与本文有关的自然研究报告摘要中获得。